脑脊液是一种清澈透明的液体,广泛分布于脑室的各个腔隙、蛛网膜下腔以及脊髓的中央管内,自脑室内的脉络丛产生。当脑脊液的成分或物理性状发生改变时,往往表示中枢神经系统可能存在的病理状态及脑组织代谢的紊乱。因此,脑脊液已成为药理学研究、神经解剖学探索、以及药物研发与创新等众多科研领域不可或缺的研究对象。
1、实验动物
选用8周龄的SD大鼠作为实验对象,体重要求在280至320克之间。
2、实验器械
宠物专用剃毛器、碘伏消毒液、医用棉球、1ml注射器(推荐使用微量注射器)、手术刀、脑立体定位仪、硫酸阿托品、舒泰®50。
3、实验方法
方法1:直接穿刺采集脑脊液法
将SD大鼠进行麻醉,使用宠物剃毛器仔细去除大鼠颈部区域的毛发,暴露操作部位。实验者左手抱握大鼠(如图1所示),确保大鼠稳定不动。
![](http://tiebapic.baidu.com/forum/w%3D580/sign=b7cc930e673fb80e0cd161df06d12ffb/83e5400fd9f9d72ad67c8f22922a2834349bbb1b.jpg?tbpicau=2024-09-19-05_079d86c11ee5d3662bd80e3ef2a4f64c)
接下来,使用酒精棉球或碘伏溶液对穿刺区域消毒,以减少感染风险。实验者右手轻轻按压大鼠颈后部,具体位于寰椎与枕骨之间的连接处,可感受到一个明显的凹陷,此处为进针点。
右手持稳1ml注射器(推荐使用微量注射器),以垂直角度缓慢而轻柔地将针头刺入该凹陷点。在刺入过程中,应保持手部稳定,避免过深或过浅,同时注意观察大鼠的反应。
当注射器针头穿过硬脑膜,进入脑脊液腔时,会感受到一种“刺空”的感觉。轻轻回抽注射器,即可看到无色透明的脑脊液被吸出(如图2所示)。一般体重约300克的大鼠可采集到20-100ul的脑脊液。
![](http://tiebapic.baidu.com/forum/w%3D580/sign=ce6551fdf4119313c743ffb855380c10/c0472c6d55fbb2fbde30c72d094a20a44623dc24.jpg?tbpicau=2024-09-19-05_20550612470175619ec5a686da545473)
方法2:Lambda(人字缝尖)穿刺采集脑脊液法
将SD大鼠麻醉,用剃毛器去除大鼠头部的毛发,暴露手术区域。将大鼠以俯卧姿势放置于解剖板上,用碘伏对头部皮肤进行擦拭消毒。
接下来,用手术刀沿大鼠两耳中线切开一条纵向切口(如图3所示),分离并暴露皮层肌肉,同时清除覆盖在颅骨表面的筋膜组织。
![](http://tiebapic.baidu.com/forum/w%3D580/sign=3f30d5312109c93d07f20effaf3df8bb/3e46df1b9d16fdfa597659d1f28f8c5494ee7b25.jpg?tbpicau=2024-09-19-05_f73589720977ef61ae7524172cefcfe3)
找到人字缝尖的位置,即后囟人字缝与矢状缝的交汇点。此时,右手持稳注射器(建议使用微量注射器),直接对准人字缝尖的位置进行穿刺。穿刺深度约1厘米,感到落空感,立即轻轻回抽注射器,看到无色透明的脑脊液被吸出。若抽出的脑脊液中混有血液,可在采集完毕后,使用离心机进行离心处理(转速3000转/分钟,时间10分钟)。离心后,血细胞将沉淀于管底,而剩余的上清液即为澄清透明的脑脊液,可供后续实验使用。
方法3:小脑延髓池穿刺采集脑脊液法
将SD大鼠麻醉,利用脑立体定位仪将大鼠头部固定,沿着两耳中线切开一条纵向切口。暴露深层夹肌,游离肌肉,清除筋膜层。
在枕骨下缘找到一个软组织区域,这就是小脑延髓池所在的位置。此时,右手持稳注射器(推荐使用微量注射器),缓慢刺入该软组织区域。
当感受到“落空感”时,说明针头已穿透硬脑膜,进入小脑延髓池。轻轻回抽注射器,看到无色透明的脑脊液被吸出。
若抽出的脑脊液中混有少量血液,可按照之前所述的方法进行离心处理,以获取澄清透明的脑脊液供后续实验使用。
4、注意事项
(1)脑脊髓液采集时一定要适量,尤其是要间隔、连续采集时,成年大鼠单次采集量建议严格控制在50微升以内,这样可最大限度采集到的脑脊液洁净、无红细胞,保障实验结果的准确性。
(2)查询资料表明,采集后需向颅内回补等量生理盐水,但在实际操作中,若采集量较小且未进行回补,通常不会对大鼠造成致命影响或显著干扰后续实验。
(3)直接穿刺法因其操作简便、对动物损伤小且不易导致动物死亡,被公认为采集脑脊液的实用方法之一。在熟练掌握技巧的前提下,该方法能高效地完成脑脊液采集任务。
(4)直接穿刺法同样适用于小鼠脑脊液的采集。使用微量注射器可以更加准确地控制采集量和减少对小鼠的潜在伤害。
1、实验动物
选用8周龄的SD大鼠作为实验对象,体重要求在280至320克之间。
2、实验器械
宠物专用剃毛器、碘伏消毒液、医用棉球、1ml注射器(推荐使用微量注射器)、手术刀、脑立体定位仪、硫酸阿托品、舒泰®50。
3、实验方法
方法1:直接穿刺采集脑脊液法
将SD大鼠进行麻醉,使用宠物剃毛器仔细去除大鼠颈部区域的毛发,暴露操作部位。实验者左手抱握大鼠(如图1所示),确保大鼠稳定不动。
![](http://tiebapic.baidu.com/forum/w%3D580/sign=b7cc930e673fb80e0cd161df06d12ffb/83e5400fd9f9d72ad67c8f22922a2834349bbb1b.jpg?tbpicau=2024-09-19-05_079d86c11ee5d3662bd80e3ef2a4f64c)
接下来,使用酒精棉球或碘伏溶液对穿刺区域消毒,以减少感染风险。实验者右手轻轻按压大鼠颈后部,具体位于寰椎与枕骨之间的连接处,可感受到一个明显的凹陷,此处为进针点。
右手持稳1ml注射器(推荐使用微量注射器),以垂直角度缓慢而轻柔地将针头刺入该凹陷点。在刺入过程中,应保持手部稳定,避免过深或过浅,同时注意观察大鼠的反应。
当注射器针头穿过硬脑膜,进入脑脊液腔时,会感受到一种“刺空”的感觉。轻轻回抽注射器,即可看到无色透明的脑脊液被吸出(如图2所示)。一般体重约300克的大鼠可采集到20-100ul的脑脊液。
![](http://tiebapic.baidu.com/forum/w%3D580/sign=ce6551fdf4119313c743ffb855380c10/c0472c6d55fbb2fbde30c72d094a20a44623dc24.jpg?tbpicau=2024-09-19-05_20550612470175619ec5a686da545473)
方法2:Lambda(人字缝尖)穿刺采集脑脊液法
将SD大鼠麻醉,用剃毛器去除大鼠头部的毛发,暴露手术区域。将大鼠以俯卧姿势放置于解剖板上,用碘伏对头部皮肤进行擦拭消毒。
接下来,用手术刀沿大鼠两耳中线切开一条纵向切口(如图3所示),分离并暴露皮层肌肉,同时清除覆盖在颅骨表面的筋膜组织。
![](http://tiebapic.baidu.com/forum/w%3D580/sign=3f30d5312109c93d07f20effaf3df8bb/3e46df1b9d16fdfa597659d1f28f8c5494ee7b25.jpg?tbpicau=2024-09-19-05_f73589720977ef61ae7524172cefcfe3)
找到人字缝尖的位置,即后囟人字缝与矢状缝的交汇点。此时,右手持稳注射器(建议使用微量注射器),直接对准人字缝尖的位置进行穿刺。穿刺深度约1厘米,感到落空感,立即轻轻回抽注射器,看到无色透明的脑脊液被吸出。若抽出的脑脊液中混有血液,可在采集完毕后,使用离心机进行离心处理(转速3000转/分钟,时间10分钟)。离心后,血细胞将沉淀于管底,而剩余的上清液即为澄清透明的脑脊液,可供后续实验使用。
方法3:小脑延髓池穿刺采集脑脊液法
将SD大鼠麻醉,利用脑立体定位仪将大鼠头部固定,沿着两耳中线切开一条纵向切口。暴露深层夹肌,游离肌肉,清除筋膜层。
在枕骨下缘找到一个软组织区域,这就是小脑延髓池所在的位置。此时,右手持稳注射器(推荐使用微量注射器),缓慢刺入该软组织区域。
当感受到“落空感”时,说明针头已穿透硬脑膜,进入小脑延髓池。轻轻回抽注射器,看到无色透明的脑脊液被吸出。
若抽出的脑脊液中混有少量血液,可按照之前所述的方法进行离心处理,以获取澄清透明的脑脊液供后续实验使用。
4、注意事项
(1)脑脊髓液采集时一定要适量,尤其是要间隔、连续采集时,成年大鼠单次采集量建议严格控制在50微升以内,这样可最大限度采集到的脑脊液洁净、无红细胞,保障实验结果的准确性。
(2)查询资料表明,采集后需向颅内回补等量生理盐水,但在实际操作中,若采集量较小且未进行回补,通常不会对大鼠造成致命影响或显著干扰后续实验。
(3)直接穿刺法因其操作简便、对动物损伤小且不易导致动物死亡,被公认为采集脑脊液的实用方法之一。在熟练掌握技巧的前提下,该方法能高效地完成脑脊液采集任务。
(4)直接穿刺法同样适用于小鼠脑脊液的采集。使用微量注射器可以更加准确地控制采集量和减少对小鼠的潜在伤害。